Overexpression of Populus euphratica PePKS5 enhancing salt tolerance of Arabidopsis thaliana
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摘要:目的
盐胁迫是影响植物生长发育的不利环境因子。蛋白激酶PKS5作为植物盐超敏感信号转导途径的重要组分，在植物响应盐胁迫过程中具有重要调节功能。本文旨在生理水平和分子水平上，探究胡杨PePKS5基因在植物耐受盐胁迫过程中的调节作用。
方法克隆胡杨PePKS5基因，并在拟南芥中过表达，获得T3代转基因拟南芥纯合体。观察盐胁迫下转基因拟南芥株系的耐盐表型，测定其过氧化物酶（POD）、过氧化氢酶（CAT）和超氧化物歧化酶活性及盐胁迫响应基因的表达量。利用非损伤微测技术测定转基因拟南芥株系根尖Na+、K+动态离子流，利用激光共聚焦显微镜观测转基因拟南芥株系根尖Na+和H2O2含量。测定盐处理后转基因拟南芥土培幼苗的叶绿素荧光参数、光合参数等生理指标，揭示PePKS5基因在盐胁迫下对拟南芥的生理调节作用。构建亚细胞定位载体，通过瞬时转化烟草，对PePKS5蛋白进行亚细胞定位观测。
结果（1）PePKS5基因的CDS序列编码417个氨基酸，PePKS5氨基酸序列与毛白杨PtPKS5相似度最高，并且亲缘关系最近。（2）PePKS5定位于细胞质和细胞核中。（3）NaCl处理6 h后，胡杨叶片PePKS5基因表达量上调，72 h后逐渐恢复至正常水平。（4）盐胁迫下过表达PePKS5基因的拟南芥株系（PePKS5-OE10和PePKS5-OE15）的生存率和根长均明显高于野生型（WT）和转空载体（VC）株系。（5）与WT和VC株系相比，PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系的POD和CAT活性增强，APX1和CAT2基因的表达量均升高。（6）盐胁迫下PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系的Na+外排和K+的内流明显高于WT和VC株系，并且在根尖中积累的Na+浓度和H2O2浓度明显低于WT和VC株系。（7）盐胁迫下PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系的叶绿素相对含量、PSⅡ最大光量子效率、实际光合量子产量和相对电子传递速率均高于WT和VC株系。（8）盐胁迫下PePKS5-OE10和PePKS5-OE15的净光合速率高于WT和VC株系，而胞间CO2浓度、气孔导度和蒸腾速率均低于WT和VC株系。
结论过表达胡杨PePKS5基因能够增强拟南芥对Na+的外排能力，维持植物活性氧的平衡状态，以及保持相对稳定的光合作用能力，从而提高拟南芥的耐盐能力。
Abstract:ObjectiveSalt stress is an adverse environmental factor affecting plant growth and development. As an important component of plant salt overly sensitive signal transduction pathway, protein kinase PKS5 plays an important regulatory role in plant response to salt stress. The aim of this study was to investigate the regulation mechanism of PePKS5 gene in plant tolerance to salt stress at physiological and molecular levels.
MethodThe PePKS5 gene from Populus euphratica was cloned and overexpressed in Arabidopsis thaliana to obtain a T3 generation transgenic A. thaliana homozygous. We observed the salt tolerance phenotype of transgenic A. thaliana lines under salt stress, measured their peroxidase (POD), catalase (CAT), and superoxide dismutase activities, as well as the expression levels of salt stress responsive genes. Non-invasive micro measurement technology was used to measure the dynamic ion flow of Na+ and K+ in the root tips of transgenic A. thaliana lines, and the Na+ and H2O2 contents in the root tips of transgenic A. thaliana lines were observed using laser confocal microscopy. We measured the physiological indicators such as chlorophyll fluorescence parameters and photosynthetic parameters of transgenic A. thaliana seedlings cultured in soil after salt treatment, and revealed the physiological regulatory effect of PePKS5 gene on A. thaliana under salt stress. A subcellular localization vector was constructed and the subcellular localization of PePKS5 protein was observed by transient transformation of tobacco.
Result(1) The CDS sequence of PePKS5 gene encoded 417 amino acids, and the amino acid sequence of PePKS5 was the most similar to PtPKS5 of Populus tomentosa. (2) PePKS5 was localized in cytoplasm and nucleus. (3) The expression of PePKS5 gene in leaves of P. euphratica was up-regulated after 6 h of NaCl treatment, and gradually recovered to normal level after 72 h. (4) Under salt stress, the survival rate and root length of PePKS5 gene overexpressing A. thaliana lines (PePKS5-OE10 and PePKS5-OE15) were significantly higher than those of wild-type (WT) and vector control (VC) lines. (5) Compared with WT and VC lines, the activity of POD and CAT and the expression of APX1 and CAT2 in PePKS5-OE10 and PePKS5-OE15 lines were increased. (6) Under salt stress, the Na+ efflux and K+ influx of PePKS5-OE10 and PePKS5-OE15 lines were significantly higher than those of WT and VC lines, and the accumulated Na+ and H2O2 concentration in roots tips were significantly lower than those of WT and VC lines. (7) Under salt stress, the relative chlorophyll content, maximum photoquantum efficiency of PSⅡ, actual photosynthetic quantum yield and relative electron transport rate of PePKS5-OE10 and PePKS5-OE15 lines were higher than those of WT and VC lines. (8) Under salt stress, the net photosynthetic of PePKS5-OE10 and PePKS5-OE15 lines was higher than that of WT and VC lines, while the intercellular CO2 concentration, stomatal conductance and transpiration rate were lower than those of WT and VC lines.
ConclusionOverexpression of PePKS5 gene in P. euphratica can enhance the Na+ efflux ability of A. thaliana, maintain the balance of reactive oxygen species and relatively stable photosynthetic capacity, thus improving the salt stress tolerance in A. thaliana.
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Keywords:
- Populus euphratica /
- protein kinase /
- salt stress /
- PKS5 /
- ion homeostasis /
- reactive oxygen (ROS)
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盐胁迫是影响植物生长发育的不利环境因子。面对盐胁迫，植物通过体表盐腺、叶片肉质化、渗透调节、离子区隔化等方式，降低体内钠离子（Na+）水平，排出体内过量的Na + [1−3]。另一方面，植物通过活性氧（ROS）、钙离子（Ca2+）、胞外ATP（eATP）、硫化氢（H2S）、一氧化氮（NO）等信号调节分子，激活植物体内的抗氧化物酶系统及相应的耐盐分子调控通路[4−8]。
在分子水平上，植物的耐盐性是由多个基因决定的[9]。盐胁迫下，不同种类的抗逆基因编码的蛋白质，通过参与各种生理代谢过程，构建了植物耐盐的调控网络[10]。其中蛋白激酶在植物响应盐胁迫的信号转导过程中发挥了重要作用。植物促分裂原活化蛋白激酶（mitogen activated protein kinase，MAPK）级联途径能被干旱、高盐、低温等多种胁迫信号激活[11−12]。Wang等[13]在水稻（Oryza sativa）中发现：OsMKK1和OsMPK4共同构成调控水稻响应盐胁迫的一个信号通路。植物类受体蛋白激酶（receptor-like protein kinases，RLKs）通过配体结合区感应胁迫信号，经跨膜磷酸基团传递，进行信号转导[14]。Zhou等[15]鉴定得到水稻耐盐基因STRK1，并证明了该基因提高水稻耐盐性的分子机制是由RLKs磷酸化过程调控的。Miyata等[16]发现：在拟南芥（Arabidopsis thaliana）中过表达类受体蛋白激酶基因OsRLK2可降低拟南芥的耐盐性。钙依赖蛋白激酶（calcium-dependent protein kinase，CDPK）是一类丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶，作为Ca2+信号感受器参与了多种逆境信号通路[17−19]。Asano等[20]发现：OsCPK12参与激素的信号转导，并对水稻抗逆性有正调控作用。
SOS2-LIKE蛋白激酶5（salt overly sensitive 2-like protein kinase 5，PKS5），也称为CBL互作蛋白（CIPK11）、SNF1相关蛋白激酶3型蛋白激酶（SNRK3.22），是CBLs相互作用蛋白激酶家族成员之一，是盐超敏感信号通路（salt overly sensitive，SOS）中非常重要的调控因子[21−22]。PKS5不仅参与植物盐胁迫信号传递，也参与响应其他非生物胁迫[23−25]。PKS5在拟南芥对镉的耐受性中起正向调控作用，但是过表达PKS5降低了拟南芥对干旱胁迫和碱胁迫的抗性[26−28]。同时PKS5通过磷酸化ABI5、MYB、NAC和ERF等转录因子，参与脱落酸（ABA）信号转导[29−33]。
SOS信号通路是调控植物耐受盐胁迫的重要途径之一，在植物中较为保守，可调节盐胁迫下Na+的稳态[21]。植物受到盐胁迫时，胞内Ca2+浓度升高，Ca2+传感器SOS3/CBL4与Ca2+结合，激活丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶SOS2/CIPK24[34−36]。受到激活的SOS2/CIPK24将位于细胞膜上的Na+/H+逆向转运蛋白SOS1/NHX7磷酸化，有活性的SOS1/NHX7把细胞内Na+转运至胞外，使植物细胞保持离子平衡[37−38]。
PKS5也能够负调控SOS信号通路，PKS5可以与SOS2相互作用并使其Ser294位点磷酸化，促进SOS2与14-3-3蛋白的相互作用，抑制SOS2活性。然而盐胁迫可诱导胞质Ca2+浓度增加，降低了14-3-3与SOS2的相互作用，增强了14-3-3与PKS5的相互作用，抑制了PKS5对SOS2的磷酸化作用[39−42]。此外，PKS5是质膜H+-ATP酶的负调节因子[41]。PKS5可磷酸化质膜H+-ATP酶AHA2的C端Ser-931位点，负向调控质膜H+-ATP酶的活性，并且在Ca2+结合蛋白SCaBP1存在的情况下，这种磷酸化作用降低[41−42]。
胡杨（Populus euphratica）是典型的耐盐乔木。本实验室前期研究发现，胡杨PeRIN4、PeAPY1/2、PeREM1.3、PeJ3、PeJRL基因均能够提高拟南芥的耐盐性。PeRIN4可以增强H+泵的质子动力势，抑制质膜的去极化，从而提高转基因拟南芥的耐盐性[43]。PeAPY1/2能够提高三磷酸腺苷双磷酸酶的活性，下调eATP浓度和活性氧水平，同时通过保持抗氧化酶活性来抑制H2O2的水平，提高植物的耐盐性[44]。过表达PeREM1.3的烟草（Nicotiana tabacum）的过氧化物酶（POD）、过氧化氢酶（CAT）和超氧化物歧化酶（SOD）活性显著提高，并且与耐盐相关的基因SOS1、HAK、NHA1、VAG1和PMA4的转录水平也显著增高[45]。PeJRL能够上调SOS1、AHA1和AHA2基因的表达，通过限制超氧阴离子的产生、增强抗氧化酶的活性，使拟南芥在盐胁迫下保持离子平衡[46]。PeJ3会激活H+-ATP酶，促进Na+/H+在质膜上的交换，减少去极化引起的K+外流，刺激H2O2信号的产生，从而增加胞质Ca2+浓度，并通过SOS途径促进Na+的外排，提高植物耐盐性[47]。本文在实验室研究背景与已有成果基础上，在胡杨中鉴定得到PePKS5基因，研究了胡杨PePKS5基因在盐胁迫下的表达量变化，以及转PePKS5基因的拟南芥在盐胁迫下的表型和生理生化反应，明确了PePKS5在植物耐盐性中的作用，为培育优良的耐盐杨树品种、拓展其在生态修复中的应用、有效提升盐碱地治理效果提供参考。
1. 材料与方法
1.1 实验材料
胡杨幼苗（1年生）于2021年4月栽种于北京林业大学苗圃。拟南芥野生型种子、亚细胞定位载体pGreen1300GFP和ABA受体PYR1-mCherry菌株保存于实验室。pK2GW7表达载体、Na+特异性荧光探针（CoroNa-Green AM）及H2O2特异性荧光探针（H2DCFDA/DCFH-DA）购买自Invitrogen公司。大肠杆菌DH5α感受态细胞和农杆菌GV3101购买自上海唯地生物技术有限公司，RNA提取试剂盒购买自艾德莱科技有限公司，抗氧化物酶检测试剂盒购买自索莱宝生物技术有限公司，其他试剂由北京擎科生物公司提供，引物合成及测序由北京睿博兴科公司完成。
1.2 PePKS5基因克隆与序列分析
1.2.1 PePKS5基因克隆
根据NCBI基因组数据库中胡杨PKS5的基因序列，以其cDNA序列为模板，使用primer5软件设计引物（表1）。提取胡杨叶片总RNA，反转录合成cDNA。以cDNA为模板进行PCR扩增，反应体系为：KOD酶25 μL；ddH2O 18 μL；cDNA 5 μL；前后引物（10 μmol/L）各1 μL。PCR反应程序为：第1阶段98 ℃ 30 s；第2阶段98 ℃ 15 s，56 ℃ 30 s，72 ℃ 30 s，30个循环；第3阶段72 ℃ 10 min；第4阶段4 ℃恒温。回收扩增产物，将纯化后的产物与pMD18-T连接，转化至大肠杆菌DH5α感受态细胞，在含有氨苄青霉素的LB平板上筛选阳性克隆并测序鉴定。
表 1 本文实验所用引物序列Table 1. Primer sequence used in this study引物名称
Primer name上游引物（5′—3′）
Forward primer (5′−3′)下游引物（5′—3′）
Reverse primer (5′−3′)PeActin7 ATTGGCCTTGGGGTTAAGAG CACACTGGAGTGATGGTTGG AtActin2 GGTAACATTGTGCTCAGTGGTGG AACGACCTTAATCTTCATGCTGC AtSOD1 AAGGAGAAACAAATCTTCAT GAGTTTGGTCCAGTAAGAGG AtCAT2 AGGATCAAACTTTGAGGGGTAG CTTGTGGTTCCTGGAATCTACT AtAPX1 AGTTTTGGATTTGATCTGTGCGTT GACGCCATCAACAACGAGTC PePKS5 ATGCCGGAGATCGAAAGTGTATCGG CTAAGTAGCCATAATCCAGGCTTA PePKS5-RT-qPCR CTGCTTATGTTGCTCCTGAG TCCTTGTCTCCGGATTCGTA 1.2.2 PePKS5氨基酸序列分析
利用生物信息学数据库（NCBI，http://www.ncbi.nhn.nih.gov/blast）获取不同植物PKS5同源氨基酸序列。利用Mega 6软件对PKS5氨基酸序列进行比对并构建系统进化树。
1.3 盐胁迫下胡杨叶片PePKS5基因表达量分析
用100 mmol/L NaCl溶液处理胡杨苗，分别在处理0、3、6、12、24、48、72 h时取胡杨叶片，提取总RNA，并反转录为cDNA。用特异性引物检测胡杨叶片PePKS5基因表达量，胡杨PeActin7为内参基因（表1）。荧光定量PCR反应程序为：第1阶段95 ℃ 1 min；第2阶段95 ℃ 10 s，55 ℃ 15 s，72 ℃ 30 s，40个循环。熔解曲线分析为：95 ℃ 15 s，60 ℃ 1 min，95 ℃ 15 s，60 ℃ 15 s。用2−ΔΔCt公式计算PePKS5基因表达量。
1.4 转基因拟南芥阳性植株的获取和筛选
1.4.1 植物表达载体的构建
用Gateway方法构建植物表达载体。设计带有attB位点的引物，PCR扩增获得带有attB位点的基因片段，通过BP反应连入pDONR221载体，形成入门克隆。反应体系为：attB-PCR产物2 μL，pDONR221（150 ng/μL） 0.5 μL，BP CloneTMII 0.5 μL，TE buffer 2 μL；反应条件为25 ℃ 1 h。回收扩增产物，并转化至大肠杆菌DH5α感受态细胞，在含有卡那霉素的LB平板上筛选阳性克隆并测序鉴定。将测序正确的菌株接种在含有卡那霉素的LB液体培养基中，37 ℃，200 r/min过夜培养，提取质粒。构建LR反应体系：attL1入门克隆产物（100 ng/μL）2 μL，PK2GW7表达载体（100 ng/μL） 0.5 μL，LR ClonaseTMII 1 μL，TE buffer 1.5 μL；反应条件为25 ℃ 1 h。回收重组产物，并转化至大肠杆菌DH5α感受态细胞，在含有壮观霉素的LB平板上筛选阳性克隆并测序鉴定。
1.4.2 转基因植株的获得
将已构建的重组质粒pPK2GW7-PePKS5和空的表达载体pPK2GW7分别转化至农杆菌GV3101感受态细胞中。在加入利福平和壮观霉素的LB平板培养基中筛选阳性克隆并测序。选取转化成功的农杆菌扩繁，通过沾花法侵染T0代拟南芥，收获的种子为T1代。将获得的拟南芥T1代种子播种到含有壮观霉素（50 mg/L）的MS培养基上，长出4片真叶后移栽到土中，收获的种子继续用壮观霉素筛选，直至获得T3代纯合体种子。使用Trizol法提取T3代野生型、转基因和转空载体株系总RNA，反转录得到cDNA后，进行半定量PCR检测和荧光定量PCR检测。荧光定量PCR反应程序为：第1阶段95 ℃ 1 min；第2阶段95 ℃ 10 s，55 ℃ 15 s，72 ℃ 30 s，40个循环。熔解曲线分析为：95 ℃ 15 s，60 ℃ 1 min，95 ℃ 15 s，60 ℃ 15 s。半定量反应程序为：第1阶段94 ℃ 5 min；第2阶段94 ℃ 30 s，56 ℃ 30 s，72 ℃ 30 s，28个循环；第3阶段72 ℃ 10 min；4 ℃恒温。扩增产物长度为200 bp，琼脂糖（1%）凝胶电泳检测。
1.5 pGreen1300GFP-PePKS5定位载体的构建和亚细胞定位
设计去除终止密码子的引物，上游引物5′端加上SpeI酶切位点，下游引物5′端加上KpnI酶切位点（表1）。以PePKS5基因序列为模板进行PCR，同时使用SpeI和KpnI对载体pGreen1300GFP进行双酶切。回收并纯化酶切产物和PCR产物，用同源重组酶连接后转化至大肠杆菌DH5α感受态细胞中，在含有卡那霉素的LB平板上筛选阳性克隆并测序鉴定。提取质粒并转化至农杆菌GV3101感受态细胞中，在加入利福平和卡那霉素的LB平板培养基中筛选阳性克隆并测序。选取转化成功的农杆菌扩繁，同时，将保存于−80 ℃冰箱的PYR1-mCherry农杆菌菌种扩繁，将二者按照体积1∶1的比例均匀混合，将混合后的菌液瞬时转化烟草叶片，室温暗培养2 d后，用激光共聚焦显微镜观测PePKS5的亚细胞定位。
1.6 盐胁迫下转基因拟南芥种子生存率和根长测定
将野生型、转空载体和转基因株系的种子分别播种于含有0和100 mmol/L的NaCl的MS培养基上。4 ℃处理2 d后置于恒温培养箱中，培养条件为22 ℃，16 h光照/8 h黑暗，记录7 d后幼苗生存率，竖直生长10 d后，拍照并记录植株的根长。实验均重复3次。
1.7 盐胁迫下拟南芥根尖Na+和K+离子流测定
将野生型、转空载体和转基因株系的种子分别播种于MS培养基上生长7 d，然后移至含有0和100 mmol/L NaCl的MS液体培养基中处理12 h。使用非损伤微测技术检测各株系幼苗根尖分生区的Na+和K+离子流。每个株系测定3个重复。
1.8 盐胁迫下转基因拟南芥Na+含量和H2O2含量测定
Na+含量测定。将在MS固体培养基上生长7 d的拟南芥各株系幼苗移至含有0和100 mmol/L NaCl的MS液体培养基中处理12 h。将幼苗移至含有Na+特异性荧光探针的10 mmol/L MS缓冲液中，室温黑暗孵育2 h，蒸馏水清洗4次，用Leica SP8激光共聚焦显微镜（德国Leica）观察并测定Na+特异性荧光探针的荧光强度，激发波长为488 nm，发射波长为510~530 nm，相对荧光强度通过Image J软件计算。
H2O2含量测定。将在MS固体培养基上生长7 d的拟南芥各株系幼苗移至含有0和100 mmol/L NaCl的MS液体培养基中处理12 h。将幼苗移至含有H2O2特异性荧光探针的10 mmol/L MS缓冲液中，室温黑暗孵育15 min，蒸馏水清洗4次，用Leica SP8激光共聚焦显微镜（德国Leica）观察并测定H2O2特异性荧光探针的荧光强度，激发波长为488 nm，发射波长为510~530 nm，相对荧光强度通过Image J软件计算。
1.9 盐胁迫下转基因拟南芥抗氧化酶活性及相关基因表达水平测定
将拟南芥各株系种子播种在含有0和100 mmol/L NaCl的培养基上，生长10 d后取样。测定过氧化物酶（POD）、过氧化氢酶（CAT）和超氧化物歧化酶（SOD）活性；提取总RNA并反转录合成cDNA，通过荧光定量PCR仪检测抗氧化酶相关基因AtSOD1、AtAPX1和AtCAT2基因的转录水平，以拟南芥AtActin2基因为内参。
1.10 盐胁迫下转基因拟南芥生理参数测定
将野生型、转空载体和转基因拟南芥株系的种子播种在MS固体培养基上，低温处理后置于培养箱中正常生长，分化出4片真叶时，挑选长势一致的幼苗分别移栽到土中正常浇水培养15 d，用100 mmol/L NaCl溶液处理15 d，测定叶绿素荧光参数、叶绿素相对含量和光合参数。
用调制叶绿素荧光仪Junior-PAM（德国WALZ）对暗处理30 min后的拟南芥叶片进行叶绿素荧光参数的测定，包括PSⅡ最大光量子效率（Fv/Fm）、实际光合量子产量（YⅡ）和相对电子传递速率（ETR）。每株系重复测定3次，取平均值。用手持式叶绿素仪SPAD-502-PLUS（日本Minolta）测定植物SPAD值，作为叶绿素相对含量值。每个株系重复3次，取平均值。用LI-6800便携式光合测量仪（美国LI-COR）检测各株系拟南芥的光合参数，包括净光合速率（Pn）、蒸腾速率（Tr）、气孔导度（Gs）和胞间二氧化碳浓度（Ci）。每个株系重复测定3次，记录平均值。
1.11 数据分析
实验数据通过Excel、Graphpad Prism8、Mega 6、DNAMAN软件进行处理、统计和绘图。通过SPSS 19.0进行单因素方差分析，显著性水平均小于0.05。
2. 结果与分析
2.1 PePKS5基因序列分析
PePKS5基因的CDS序列编码417个氨基酸。序列比对结果表明：PePKS5氨基酸序列与拟南芥（Arabidopsis thaliana）、毛果杨（Populus trichocarpa）、毛白杨（Populus tomentosa）、萝卜（Raphanus sativus）、水稻（Oryza sativa）、玉米（Zea mays）、甘蓝（Brassica oleracea）、棉花（Gossypium hirsutum）、大豆（Glycine max）、番茄（Solanum lycopersicum）、白桦（Betula platyphylla）、芥菜（Capsella rubella）和可可（Theobroma cacao）的PKS5氨基酸序列的同源性保持在53.19% ~ 98.08%之间，说明PePKS5在进化过程中较为保守（图1A）。系统进化树分析结果表明：胡杨PePKS5与毛白杨PtPKS5氨基酸亲缘关系最近（图1B）。
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图 1 胡杨PePKS5氨基酸序列比对（A）与进化树构建（B）Figure 1. Amino acid sequence alignment of PePKS5 in Populus euphratica (A) and construction of evolutionary tree (B)2.2 盐胁迫下PePKS5基因在胡杨叶片中的表达量变化
分别计算盐处理0、3、6、12、24、48、72 h后胡杨叶片PePKS5基因的表达量发现：随着NaCl处理时间的增加，胡杨PePKS5的表达量在处理6 h后显著上升，12 h后达到最高值，约为0 h时表达量的2倍，24 h后开始下降，至72 h时恢复至最初状态（图2）。
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图 2 盐胁迫（100 mmol/L NaCl）下胡杨叶片中PePKS5基因表达量的变化不同小写字母表示差异显著（P < 0.05）。下同。Different letters represent significant differences at P < 0.05. The same below.Figure 2. Changes of PePKS5 gene expression in leaves of Populus euphratica under salt stress (100 mmol/L NaCl)2.3 PePKS5转基因拟南芥的筛选与鉴定
使用Trizol法提取T3代转基因拟南芥、转空载体（VC）拟南芥和野生型（WT）拟南芥叶片的总RNA，进行荧光定量PCR和半定量PCR检测。结果显示：各株系拟南芥内参基因AtActin2表达一致，并且6个转基因株系均扩增出目的片段（200 bp），WT和VC株系中没有检测到目的基因PePKS5的表达（图3A）。选择相对表达量高的2个转基因株系（PePKS5-OE10和PePKS5-OE15）进行后续实验（图3B）。
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图 3 PePKS5转基因拟南芥株系的筛选（A）与PePKS5表达量测定（B）WT. 野生型；VC. 转空载体株系；OE. 转基因株系。下同。WT, wild type；VC, empty vector line；OE, transgenic line.The same below.Figure 3. Screening of PePKS5 transgenic lines of Arabidopsis thaliana (A) and determination of PePKS5 expression (B)2.4 PePKS5的亚细胞定位
将带有GFP标签的重组载体瞬时转化至烟草中，观察绿色荧光在细胞内的分布情况。结果显示PePKS5与GFP的融合蛋白定位于细胞质与细胞核中。为了进一步确定PePKS5的定位，将PePKS5与GFP的融合蛋白与ABA的受体PYR1-mCherry同时在烟草细胞中瞬时表达。PYR1-mCherry定位于细胞质与细胞核中[48]，PePKS5-GFP的绿色荧光与PYR1-mCherry的红色荧光重叠，说明PePKS5定位于细胞质与细胞核中（图4）。
2.5 PePKS5过表达拟南芥株系的耐盐表型分析
在无盐培养基上，各株系拟南芥长势差别不大；经过NaCl处理后，各株系拟南芥的生长均受到抑制，然而转基因株系（PePKS5-OE10和PePKS5-OE15）的主根明显长于野生型（WT）与转空载体（VC）株系（图5A，B），并且PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系的生存率为81.51% ~ 83.54%，高于WT（60.5%）和VC（58%）株系（图5C，D），推测PePKS5基因能够提高拟南芥的耐盐性。
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图 5 NaCl处理对拟南芥幼苗生存率和根长生长的影响A. NaCl对根系生长的影响；B.根系生长分析；C. NaCl对幼苗生存率的影响；D.幼苗生存率统计分析。A, effects of NaCl on root growth; B, statistical analysis of root growth; C, effects of NaCl on seedling survival rate; D, statistical analysis of seedling survival rate.Figure 5. Effects of NaCl treatment on seedling survival rate and root growth of Arabidopsis thaliana2.6 盐胁迫下拟南芥根尖Na+含量的测定
无NaCl处理时，WT和VC株系与PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系根尖Na+含量较低且无显著差异。经NaCl处理后，各株系荧光强度增强，但PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系的荧光强度显著低于WT和VC株系，说明NaCl处理后，转基因株系根尖细胞积累的Na+更少（图6）。
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图 6 NaCl处理对拟南芥根尖细胞Na+荧光强度的影响Figure 6. Effects of NaCl treatment on Na+ fluorescence intensity in root tip cells of Arabidopsis thaliana2.7 盐胁迫下拟南芥根尖H2O2含量的测定
无NaCl处理时，WT和VC株系与PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系根尖H2O2含量较低且无显著差异。经NaCl处理后，各株系荧光强度增强，但PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系的荧光强度显著低于WT和VC株系，说明NaCl处理后，转基因株系根尖细胞中积累的H2O2更少（图7）。
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图 7 NaCl处理对拟南芥根尖细胞H2O2荧光强度的影响Figure 7. Effects of NaCl treatment on H2O2 fluorescence intensity in root tip cells of Arabidopsis thaliana2.8 盐胁迫下拟南芥根尖离子流测定
Na+流测定结果显示：无NaCl处理时，各株系拟南芥根尖Na+表现出轻微外流，且相差不大。经NaCl处理后，各株系Na+外流速度均大幅度提高，并且PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系的Na+外流速度显著高于WT和VC株系，说明PePKS5能显著提高拟南芥外排Na+的能力（图8A）。
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图 8 NaCl处理对拟南芥根尖Na+（A）和K+（B）离子流的影响纵坐标正值表示外流，负值表示内流。Positive values on the vertical coordinate represent efflux, while negative values represent influx.Figure 8. Effects of NaCl treatment on Na+ (A) and K+ (B) fluxes in root tips of Arabidopsis thalianaK+流测定结果显示：无NaCl处理时，各株系拟南芥根尖K+表现出轻微内流，且相差不大。经NaCl处理后，各株系K+的内流现象明显增强，并且PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系的K+内流现象更为明显，说明PePKS5能够减少拟南芥根尖K+流失（图8B）。
2.9 盐胁迫下拟南芥的抗氧化酶活性及基因表达量的变化
POD、CAT和SOD活性测定结果显示：经NaCl处理后，PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系的POD活性呈上升趋势，而WT和VC株系呈下降趋势（图9A）；WT和VC株系的CAT活性无明显变化，但PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系的CAT活性显著升高（图9B）；WT和VC株系的SOD活性无显著变化，但PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系的SOD活性略微下降（图9C）。APX1、CAT2和SOD1基因表达量测定结果显示：经NaCl处理后，WT和VC株系的APX1和CAT2基因表达量无明显变化，但PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系的APX1和CAT2基因表达量显著提高（图9D，E）；WT和VC株系的SOD1基因表达量显著上升，但PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系的SOD1基因表达量略微下降（图9F）。以上结果说明转基因株系的抗氧化能力较强，可以清除体内过多的H2O2。
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图 9 NaCl处理对拟南芥抗氧化酶活性及相关基因表达量的影响Figure 9. Effects of NaCl treatment on the activity of antioxidant enzyme and the expression of related genes in Arabidopsis thaliana2.10 盐胁迫下拟南芥叶绿素荧光参数和叶绿素相对含量变化
图10显示，无NaCl处理时，各株系拟南芥的叶绿素荧光参数没有明显差异。经NaCl处理15 d后，各株系拟南芥的叶绿素荧光参数均呈下降趋势，但PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系的实际光合量子产量高于WT和VC株系，说明转基因株系的捕光蛋白复合体在盐胁迫下破坏程度相对较小，光能转化效率较高，盐胁迫对转基因株系的光反应阶段影响较小。
无NaCl处理时，各株系拟南芥的叶绿素相对含量没有显著差异。经NaCl处理15 d后，各株系拟南芥的叶绿素相对含量都有所下降，但PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系的叶绿素相对含量高于WT和VC株系，说明转基因株系的叶绿素合成过程受到的影响较小，对盐胁迫的耐受能力较强（图11）。
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图 11 NaCl处理对拟南芥叶绿素相对含量的影响SPAD. 叶绿素相对含量。SPAD, relative chlorophyll content.Figure 11. Effects of NaCl treatment on the relative chlorophyll content in Arabidopsis thaliana2.11 盐胁迫下拟南芥的光合参数变化
无NaCl处理时，与WT和VC株系相比，PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系的净光合速率（Pn）、蒸腾速率（Tr）和气孔导度（Gs）均存在显著差异。经NaCl处理15 d后，各株系拟南芥的Pn值均降低（图12A）。Gs与Tr成正比，经NaCl处理15 d后，PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系的Tr和Gs保持相对稳定，而WT和VC株系的Tr和Gs显著上升（图12B，D），说明过表达PePKS5株系在盐胁迫下能保持相对稳定的蒸腾速率，减少植物的水分消耗。胞间二氧化碳浓度（Ci）与净光合作用有关，经NaCl处理15 d后，PePKS5-OE10和PePKS5-OE15株系的Ci保持相对稳定，而WT和VC株系的Ci则显著升高（图12C），说明WT和VC株系的碳同化作用受到抑制，不能正常同化CO2，而转基因株系的碳同化作用保持相对稳定，在一定程度上能维持正常光合作用。
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图 12 NaCl处理对拟南芥光合参数的影响Pn. 净光合速率；Tr. 蒸腾速率；Ci. 胞间二氧化碳浓度；Gs. 气孔导度。Pn, net photosynthetic rate; Tr, transpiration rate; Ci, intercellular carbon dioxide concentration; Gs, stomatal conductance.Figure 12. Effects of NaCl treatment on the photosynthetic parameters of Arabidopsis thaliana3. 讨论与结论
盐处理6 h后胡杨叶片PePKS5基因表达量上调，72 h后逐渐恢复至正常水平，说明胡杨PePKS5基因能对盐胁迫做出响应（图2）。蛋白质的亚细胞定位与其功能密切相关，胡杨PePKS5定位于细胞核和细胞质中（图4），推测其可能在细胞核或细胞质中发挥功能。不同物种PKS5氨基酸序列的比对结果显示胡杨PePKS5在进化上较为保守，并且系统进化树分析结果显示胡杨PePKS5与毛白杨PtPKS5家族亲缘关系最近（图1A和图1B）。
为了探究胡杨PePKS5调节植物耐盐的生理与分子机制，本文从胡杨叶片中克隆得到PePKS5基因，将其在拟南芥中过表达并得到稳定转化的纯合体植株（图3）。初步分析各株系拟南芥的耐盐表型发现：在盐胁迫下，过表达PePKS5拟南芥株系（PePKS5-OE10和PePKS5-OE15）的根长和生存率受到的抑制程度显著低于野生型（WT）和转空载体（VC）株系，说明过表达PePKS5拟南芥株系的耐盐性更强（图5）。
盐胁迫导致植物根尖积累大量Na+，Na+过度积累引起植物体内活性氧积累，并抑制体内抗氧化酶的活性[49]。SOD能够催化超氧阴离子自由基歧化生成H2O2，H2O2可被CAT和POD分解成氧和水，使得H2O2不与O2−在铁螯合物作用下反应生成非常有害的−OH，从而使细胞免于遭受H2O2的毒害[50]。通过进一步分析盐胁迫下各株系拟南芥的生理及分子水平的生理指标发现：一方面，与WT和VC株系相比，过表达PePKS5拟南芥株系根尖Na+含量和H2O2含量较低（图6和图7），并且Na+外流和K+内流现象较为明显（图8）。另一方面，过表达PePKS5拟南芥株系的POD和CAT的活性以及APX1和CAT2基因表达水平均显著高于WT和VC株系（图9）。说明盐胁迫下过表达PePKS5拟南芥株系具有较强的排出Na+、吸收K+的能力及较强的分解H2O2的能力，从而降低了体内活性氧的积累，减弱了H2O2对抗氧化酶系统的损伤，增强了植物抗氧化能力，从而抵御盐胁迫带来的生理伤害。
盐胁迫会抑制植物对叶绿素的吸收和利用，影响类囊体的超微结构并破坏植物光合色素和光合膜系统[51]。叶绿素相对含量和叶绿素荧光参数能反映叶片吸收、传递和转换光能的能力，因此常被用作表示受到环境胁迫程度的生理指标[52]。对盐胁迫下各株系拟南芥的光合作用指标进行分析发现：一方面，过表达PePKS5拟南芥株系的叶绿素相对含量、PSⅡ最大光量子效率、实际光合量子产量和相对电子传递速率均显著高于WT和VC株系（图10和图11），说明盐胁迫下过表达PePKS5拟南芥株系的叶绿素合成和光合电子传递过程受到的影响相对较小，光能转化效率相对较高。另一方面，过表达PePKS5拟南芥株系的净光合速率相对较高，而胞间CO2浓度、气孔导度、蒸腾速率均低于WT和VC株系（图12），说明盐胁迫下过表达PePKS5拟南芥株系能通过调节气孔开度，减少对水分的消耗，保持较稳定的碳同化能力，从而维持相对稳定的光合作用和蒸腾作用。
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图 10 NaCl处理对拟南芥叶绿素荧光参数的影响YⅡ. 实际光合量子产量；Fv/Fm. PSⅡ最大光量子效率；ETR. 相对电子传递速率。YⅡ, actual photosynthetic quantum yield; Fv/Fm, maximum photochemical quantum efficiency of PSⅡ; ETR, relative electron transfer rate.Figure 10. Effects of NaCl treatment on the chlorophyll fluorescence parameters of Arabidopsis thaliana综上，本文从离子平衡、活性氧平衡及光合作用3个角度对胡杨PePKS5基因的耐盐性进行研究，得出结论：过表达PePKS5提高了转基因拟南芥的耐盐性，主要通过增强Na+的外排能力，维持活性氧平衡状态，以及保持相对稳定的光合作用能力。本研究初步明确了胡杨PePKS5在植物响应盐胁迫中的作用，为培育优良的耐盐杨树品种、拓展其在生态修复中的应用、有效提升盐碱地治理效果提供了参考。
目前对于PKS5在植物响应盐胁迫中的作用研究较少。Fuglsang等[41]发现：拟南芥PKS5是质膜H+-ATP酶的负调节因子，在拟南芥对盐胁迫的耐受性中起负向调控作用。胡杨PKS5与拟南芥PKS5的功能不一致，推测可能是由于胡杨与拟南芥亲缘关系较远而导致彼此功能不同。因此，胡杨PePKS5调控体内活性氧平衡及离子平衡的机制还有待更深一步的研究。后续研究一方面可以在胡杨中验证PePKS5基因的功能，另一方面可以鉴定出与PePKS5相互作用的底物蛋白，在转录调控与翻译后修饰的分子水平上，建立PePKS5参与调节胡杨耐盐的信号通路，并阐明PePKS5调控胡杨耐盐的分子机理。
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图 1 胡杨PePKS5氨基酸序列比对（A）与进化树构建（B）
Figure 1. Amino acid sequence alignment of PePKS5 in Populus euphratica (A) and construction of evolutionary tree (B)
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图 2 盐胁迫（100 mmol/L NaCl）下胡杨叶片中PePKS5基因表达量的变化
不同小写字母表示差异显著（P < 0.05）。下同。Different letters represent significant differences at P < 0.05. The same below.
Figure 2. Changes of PePKS5 gene expression in leaves of Populus euphratica under salt stress (100 mmol/L NaCl)
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图 3 PePKS5转基因拟南芥株系的筛选（A）与PePKS5表达量测定（B）
WT. 野生型；VC. 转空载体株系；OE. 转基因株系。下同。WT, wild type；VC, empty vector line；OE, transgenic line.The same below.
Figure 3. Screening of PePKS5 transgenic lines of Arabidopsis thaliana (A) and determination of PePKS5 expression (B)
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图 5 NaCl处理对拟南芥幼苗生存率和根长生长的影响
A. NaCl对根系生长的影响；B.根系生长分析；C. NaCl对幼苗生存率的影响；D.幼苗生存率统计分析。A, effects of NaCl on root growth; B, statistical analysis of root growth; C, effects of NaCl on seedling survival rate; D, statistical analysis of seedling survival rate.
Figure 5. Effects of NaCl treatment on seedling survival rate and root growth of Arabidopsis thaliana
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图 6 NaCl处理对拟南芥根尖细胞Na+荧光强度的影响
Figure 6. Effects of NaCl treatment on Na+ fluorescence intensity in root tip cells of Arabidopsis thaliana
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图 7 NaCl处理对拟南芥根尖细胞H2O2荧光强度的影响
Figure 7. Effects of NaCl treatment on H2O2 fluorescence intensity in root tip cells of Arabidopsis thaliana
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图 8 NaCl处理对拟南芥根尖Na+（A）和K+（B）离子流的影响
纵坐标正值表示外流，负值表示内流。Positive values on the vertical coordinate represent efflux, while negative values represent influx.
Figure 8. Effects of NaCl treatment on Na+ (A) and K+ (B) fluxes in root tips of Arabidopsis thaliana
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图 9 NaCl处理对拟南芥抗氧化酶活性及相关基因表达量的影响
Figure 9. Effects of NaCl treatment on the activity of antioxidant enzyme and the expression of related genes in Arabidopsis thaliana
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图 11 NaCl处理对拟南芥叶绿素相对含量的影响
SPAD. 叶绿素相对含量。SPAD, relative chlorophyll content.
Figure 11. Effects of NaCl treatment on the relative chlorophyll content in Arabidopsis thaliana
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图 12 NaCl处理对拟南芥光合参数的影响
Pn. 净光合速率；Tr. 蒸腾速率；Ci. 胞间二氧化碳浓度；Gs. 气孔导度。Pn, net photosynthetic rate; Tr, transpiration rate; Ci, intercellular carbon dioxide concentration; Gs, stomatal conductance.
Figure 12. Effects of NaCl treatment on the photosynthetic parameters of Arabidopsis thaliana
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图 10 NaCl处理对拟南芥叶绿素荧光参数的影响
YⅡ. 实际光合量子产量；Fv/Fm. PSⅡ最大光量子效率；ETR. 相对电子传递速率。YⅡ, actual photosynthetic quantum yield; Fv/Fm, maximum photochemical quantum efficiency of PSⅡ; ETR, relative electron transfer rate.
Figure 10. Effects of NaCl treatment on the chlorophyll fluorescence parameters of Arabidopsis thaliana
表 1 本文实验所用引物序列
Table 1 Primer sequence used in this study
引物名称
Primer name上游引物（5′—3′）
Forward primer (5′−3′)下游引物（5′—3′）
Reverse primer (5′−3′)PeActin7 ATTGGCCTTGGGGTTAAGAG CACACTGGAGTGATGGTTGG AtActin2 GGTAACATTGTGCTCAGTGGTGG AACGACCTTAATCTTCATGCTGC AtSOD1 AAGGAGAAACAAATCTTCAT GAGTTTGGTCCAGTAAGAGG AtCAT2 AGGATCAAACTTTGAGGGGTAG CTTGTGGTTCCTGGAATCTACT AtAPX1 AGTTTTGGATTTGATCTGTGCGTT GACGCCATCAACAACGAGTC PePKS5 ATGCCGGAGATCGAAAGTGTATCGG CTAAGTAGCCATAATCCAGGCTTA PePKS5-RT-qPCR CTGCTTATGTTGCTCCTGAG TCCTTGTCTCCGGATTCGTA 
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[1] Zhu J K. Plant salt tolerance[J]. Trends Plant Science, 2001, 6(2): 66−71. doi: 10.1016/S1360-1385(00)01838-0
[2] Flowers T J, Colmer T D. Plant salt tolerance: adaptations in halophytes[J]. Annals of Botany, 2015, 115(3): 327−331.
[3] Zhu J K, Hasegawa P M, Bressan R A. Molecular aspects of osmotic stress in plants[J]. Plant Science, 1996, 16(2): 253−277.
[4] Chung J S, Zhu J K, Bressan R A, et al. Reactive oxygen species mediate Na+-induced SOS1 mRNA stability in arabidopsis[J]. Plant Journal, 2008, 53(3): 554−565. doi: 10.1111/j.1365-313X.2007.03364.x
[5] Rentel M C, Knight M R. Oxidative stress-induced calcium signaling in Arabidopsis[J]. Plant Physiology, 2004, 135(3): 1471−1479. doi: 10.1104/pp.104.042663
[6] Sun J, Li L, Liu M, et al. Hydrogen peroxide and nitric oxide mediate K+/Na+ homeostasis and antioxidant defense in NaCl-stressed callus cells of two contrasting poplars[J]. Plant Cell Tissue and Organ Culture, 2010, 103(2): 205−215. doi: 10.1007/s11240-010-9768-7
[7] Qiao W, Fan L M. Nitric oxide signaling in plant responses to abiotic stresses[J]. Plant Biology, 2008, 50(10): 1238−1246.
[8] Kim S Y, Sivaguru M, Stacey G. Extracellular ATP in plants. visualization, localization, and analysis of physiological significance in growth and signaling[J]. Plant Physiology, 2006, 142(3): 984−992. doi: 10.1104/pp.106.085670
[9] Zhu J K, Liu J, Xiong L X. Genetic analysis of salt tolerance in Arabidopsis thaliana: evidence for a critical role for potassium nutrition[J]. Plant Cell, 1998, 10(7): 1181−1191. doi: 10.1105/tpc.10.7.1181
[10] Xiong L, Zhu J K. Abiotic stress signal transduction in plants: molecular and genetic perspectives[J]. Plant Physiology, 2001, 112(2): 152−166. doi: 10.1034/j.1399-3054.2001.1120202.x
[11] Munnik T, Meijer H G. Osmotic stress activates distinct lipid and MAPK signaling pathways in plants[J]. FEBS Letters, 2001, 498(2−3): 172−178. doi: 10.1016/S0014-5793(01)02492-9
[12] Mizoguchi T, Ichimura K, Yoshida R, et al. MAP kinase cascades in Arabidopsis: their roles in stress and hormone responses[J]. Results and Problems of Cell Differentiation, 2000, 27: 29−38.
[13] Wang F Z, Wen J, Zhang W H. The mitogen-activated protein kinase cascade MKK1-MPK4 mediates salt signaling in rice[J]. Plant Science, 2014, 227: 181−189. doi: 10.1016/j.plantsci.2014.08.007
[14] Goff K E, Raminell K M. The role and regulation of receptor-like kinases in plant defense[J]. Gene Regulation and Systems Biology, 2007, 1: 167−175.
[15] Zhou Y B, Liu C, Tang D Y, et al. The receptor-like cytoplasmic kinase STRK1 phosphorylates and activates CatC, thereby regulating H2O2 homeostasis and improving salt tolerance in rice[J]. Plant Cell, 2018, 30(5): 1110−1118.
[16] Miyata K, Hayafune M, Kobae Y, et al. Evaluation of the role of the LysM receptor-like kinase, OsNFR5/OsRLK2 for AM symbiosis in rice[J]. Plant Cell, 2017, 57(11): 2283−2290.
[17] Sheen J. Ca2+ dependent protein kinases and stress signal transduction in plants[J]. Science, 1996, 274: 1900−2000. doi: 10.1126/science.274.5294.1900
[18] Sun J, Dai S, Wang R, et al. Calcium mediates root K+/Na+ homeostasis in poplar species differing in salt tolerance[J]. Tree Physiology, 2009, 29(9): 1175−1186. doi: 10.1093/treephys/tpp048
[19] Sun J, Wang M J, Ding M Q, et al. H2O2 and cytosolic Ca2+ signals triggered by the PM H+-coupled transport system mediate K+ /Na+ homeostasis in NaCl-stressed Populus euphratica cells[J]. Plant Cell Environ, 2010, 33(6): 943−958. doi: 10.1111/j.1365-3040.2010.02118.x
[20] Asano T, Hayashi N, Kobayashi M, et al. A rice calcium-dependent protein kinase OsCPK12 oppositely modulates salt-stress tolerance and blast disease resistance[J]. Plant Journal, 2012, 69(1): 26−36. doi: 10.1111/j.1365-313X.2011.04766.x
[21] Zhu J K. Salt and drought stress signal transduction in plants[J]. Plant Biology, 2002, 53: 247−273. doi: 10.1146/annurev.arplant.53.091401.143329
[22] Zhu J K. Regulation of ion homeostasis under salt stress[J]. Plant Biology, 2003, 6(5): 441−445.
[23] Yang Q, Chen Z, Zhou X F, et al. Overexpression of SOS (salt overly sensitive) genes increases salt tolerance in transgenic Arabidopsis[J]. Molecular Plant, 2009, 2(1): 22−31. doi: 10.1093/mp/ssn058
[24] Quan R, Lin H, Mendoza I, et al. SCABP8/CBL10, a putative calcium sensor, interacts with the protein kinase SOS2 to protect Arabidopsis shoots from salt stress[J]. Plant Cell, 2007, 19(4): 1415−1431. doi: 10.1105/tpc.106.042291
[25] Sun T, Wang Y, Wang M, et al. Identification and comprehensive analyses of the CBL and CIPK gene families in wheat ( Triticum aestivum L.)[J]. BMC Plant Biology, 2015, 15: 269.
[26] Ma Y L, Cao J, Chen Q Q, et al. The Kinase CIPK11 functions as a negative regulator in drought stress response in arabidopsis[J]. Journal of Molecular Sciences, 2019, 20(10): 24−29.
[27] Gu S B, Wang X, Bai J Y, et al. The kinase CIPK11 functions as a positive regulator in cadmium stress response in arabidopsis[J]. Gene, 2021, 772: 175−189.
[28] Yang Y Q, Wu Y J, Ma L, et al. The Ca2+ Sensor SCaBP3/CBL7 modulates plasma membrane H+-ATPase activity and promotes alkali tolerance in Arabidopsis[J]. The Plant Cell, 2019, 31(6): 1367−1384. doi: 10.1105/tpc.18.00568
[29] Liu J, Guo Y. The alkaline tolerance in arabidopsis requires microfilament partially through inactivation of PKS5 kinase[J]. Journal of Genetics and Genomics, 2011, 38(7): 307−313. doi: 10.1016/j.jgg.2011.05.006
[30] Koornneef M, Léon-Kloosterziel K M, Schwartz S H, et al. The genetic and molecular dissection of abscisic acid biosynthesis and signal transduction in arabidopsis[J]. Plant Physiology, 1998, 36(6): 83−89.
[31] Liotenberg S, North H, Marion-Poll A. Molecular biology and regulation of abscisic acid biosynthesis in plants[J]. Plant Physiology, 1999, 37(6): 359−369.
[32] Zhou X N, Deng X W, Guo Y. PKS5, a SNF1-related kinase, interacts with and phosphorylates NPR1, and modulates expression of WRKY38 and WRKY62[J]. Journal of Genetics and Genomics, 2010, 37(6): 359−369. doi: 10.1016/S1673-8527(09)60054-0
[33] Zhou X N, Hao H M, Guo Y. SOS2-like protein kinase5, an SNF1-related protein kinase3-type protein kinase, is important for abscisic acid responses in arabidopsis through phosphorylation of abscisic acid-insensitive[J]. Plant Physiology, 2015, 168(2): 659−676. doi: 10.1104/pp.114.255455
[34] Ishitani M, Liu J, Zhu J K, et al. SOS3 function in plant salt tolerance requires myristoylation and calcium-binding[J]. Plant Cell, 2000, 12(9): 1667−1678. doi: 10.1105/tpc.12.9.1667
[35] Du W, Lin H, Chen S, et al. Phosphorylation of SOS3-like calcium-binding proteins by their interacting SOS2-like protein kinases is a common regulatory mechanism in arabidopsis[J]. Plant Physiology, 2011, 156(4): 2235−2243. doi: 10.1104/pp.111.173377
[36] Liu J, Kim C S, Zhu J K, et al. The Arabidopsis thaliana SOS2 gene encodes a protein kinase that is required for salt tolerance[J]. Proceedings of the National Academy of Science of the United States of America, 2000, 97(7): 3730−3734. doi: 10.1073/pnas.97.7.3730
[37] Wu S J, Lei D, Zhu J K. SOS1, a genetic locus essential for salt tolerance and potassium acquisition[J]. Plant Cell, 1996, 8(4): 617−627. doi: 10.2307/3870339
[38] Shi H, Quintero F J, Zhu J K. The putative plasma membrane Na+/H+ antiporter SOS1 controls long distance Na+ transport in plants[J]. Plant Cell, 2002, 14(2): 223−250.
[39] Zhou H, Lin H, Chen S, et al. Inhibition of the arabidopsis salt overly sensitive pathway by 14-3-3 proteins[J]. Plant Cell, 2014, 26(3): 1166−1182. doi: 10.1105/tpc.113.117069
[40] Yang Z J, Wang C W, Xue Y, et al. Calcium-activated 14-3-3 proteins as a molecular switch in salt stress tolerance[J]. Nature Communications, 2019, 10: 1199. doi: 10.1038/s41467-019-09181-2
[41] Fuglsang A T, Guo Y, Cuin T A, et al. Arabidopsis protein kinase PKS5 inhibits the plasma membrane H+-ATPase by preventing interaction with 14-3-3 protein[J]. Plant Cell, 2007, 19(5): 1617−1634. doi: 10.1105/tpc.105.035626
[42] Xie C G, Lin H X, Deng X W, et al. Roles of SCaBP8 in salt stress response[J]. Plant Signaling & Behavior, 2009, 4(10): 956−958.
[43] 张一南, 王洋, 张会龙, 等. 过表达胡杨 PeRIN4基因拟南芥提高质膜H+-ATPase活性和耐盐性[J]. 北京林业大学学报, 2017, 39(11): 1−8. Zhang Y N, Wang Y, Zhang H L, et al. Over-expression of PeRIN4 enhanced salinity tolerance through up-regulation of PM H+-ATPase in Arabidopsis thaliana[J]. Journal of Beijing Forestry University, 2017, 39(11): 1−8.
[44] 邓佳音, 张艳丽, 张一南, 等. 胡杨 PeAPY1和 PeAPY2调控拟南芥耐盐机制研究[J]. 北京林业大学学报, 2017, 39(6): 13−21. Deng J Y, Zhang Y L, Zhang Y N, et al. PeAPY1 and PeAPY2 of Populus euphratica regulating salt tolerance in Arabidopsis thaliana[J]. Journal of Beijing Forestry University, 2017, 39(6): 13−21.
[45] 张会龙, 武霞, 尧俊, 等. 胡杨 PeREM1.3过表达提高烟草耐盐性的机制[J]. 北京林业大学学报, 2019, 41(1): 1−9. Zhang H L, Wu X, Yao J, et al. Overexpression mechanism of PeREM1.3 from Populus euphratica enhancing salt tolerance in transgenic tobacco[J]. Journal of Beijing Forestry University, 2019, 41(1): 1−9.
[46] Zhang H, Deng C, Yao J, et al. Populus euphratica JRL mediates ABA response, ionic and ROS homeostasis in arabidopsis under salt stress[J]. International Journal of Molecular Science, 2019, 20(4): 815. doi: 10.3390/ijms20040815
[47] Zhang Y N, Wang Y, Sa G, et al. Populus euphratica J3 mediates root K+/Na+ homeostasis by activating plasma membrane H+-ATPase in transgenic arabidopsis under NaCl salinity[J]. Plant Cell Tissue and Organ Culture, 2017, 131(1): 75−88. doi: 10.1007/s11240-017-1263-y
[48] Sang-Youl P, Fung P, Nishimura N, et al. Abscisic acid inhibits type 2C protein phosphatases via the PYR/PYL family of START proteins[J]. Science, 2009, 324: 1068−1071. doi: 10.1126/science.1173041
[49] Acosta-Motos J R, Ortuño M F, Bernal-Vicente A, et al. Plant responses to salt stress: adaptive mechanisms[J]. Agronomy, 2017, 7(1): 18. doi: 10.3390/agronomy7010018
[50] Tewari R K, Kumar P, Sharma P N. Antioxidant responses to enhanced generation of superoxide anion radical and hydrogen peroxide in the copper-stressed mulberry plants[J]. Planta, 2006, 233(6): 1145−1153.
[51] Sudhir P, Murthy S D. Effects of salt stress on basic processes of photosynthesis[J]. International Journal for Photosynthesis Research, 2004, 42(4): 481−486. doi: 10.1007/S11099-005-0001-6
[52] Lang Y, Wang M, Zhang G C, et al. Experimental and simulated light responses of photosynthesis in leaves of three tree species under different soil water conditions[J]. Photosynthetica, 2013, 51: 370−378. doi: 10.1007/s11099-013-0036-z
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