土壤微生物是生态系统重要的组成部分，参与多种重要的生态系统功能，在林地生态系统功能的发挥以及土壤养分循环等方面发挥着重要的作用^[1]。研究表明，土壤微生物群落的多样性和组成对环境因子的变化敏感^[2]，易受降水、温度、土壤pH和土壤营养状况等环境条件的影响^[3]，是评价土壤质量和健康状况的重要指标之一。植被会通过影响土壤理化性质进而显著影响土壤细菌群落多样性和组成^[4]。同时，健康土壤中丰富度高且结构稳定的微生物群落能够保证各自微生物团体充分发挥自身功能，从而使得植物表现出较高生产力^[5]。

通常土壤微生物群落组成和物种多样性在时间尺度上具有差异性^[3]，已有研究发现林木定植年限显著影响着微生物群落组成和多样性。随着林木种植年限的增加，根际微生物数量呈现增加、降低和先增后降等不同趋势^[6−8]，同时其群落组成和多样性也发生显著变化^[9−11]。如：随着核桃（Juglans regia）定植年限的增加，有机质不断降低，不同土层细菌群落多样性和对碳源利用显著降低，进而加剧了土壤微生态失衡^[12]。此外，土壤养分和土壤酶活性等土壤特性也是驱动土壤微生物群落组成和多样性变化的主要因子^[13−14]。研究发现花椒（Zanthoxylum bungeanum）根际微生物数量随着林龄增长呈增加趋势，其中土壤pH、速效磷和速效钾含量及多酚氧化酶活性的变化是影响土壤微生物群落与组成变化的主要影响因子^[15]。叶雯等^[16]对不同种植年限香榧（Torreya grandis）根际土壤微生物群落研究发现，种植年限对香榧根际土壤细菌多样性没有显著的影响，但是显著影响微生物群落组成，种植年限、碳氮比、土壤全氮和有机质含量是影响根际土壤微生物群落结构的主要因子。因此，不同种植年限下核桃林土壤理化性质和环境因子的变化可能会导致土壤微生物群落的组成和多样性的变化，开展不同树龄细菌群落组成和多样性分析，可以深入了解土壤细菌对林木种植年限以及环境因子的响应，对经济林的可持续发展具有重要意义。

西藏是我国核桃的重要分布中心之一，由于西藏高原独特的气候条件，使得该地区核桃种植面积迅速扩大，现已成为西藏特色林果的主要经济林树种。但是随着种植年限的增加（尤其是一些近自然林的古核桃林），加之该地区粗放管理，其核桃品质和生产力逐渐降低^[17−18]。近年来越来越多的研究证明林木长期种植后土壤微生物多样性下降，参与土壤过程的功能微生物类群丰度减少，从而造成土壤生产力衰退、病害多发^[19−20]，降低了林木的生态效益和经济效益。但目前西藏高原不同种植年限对核桃林土壤细菌多样性以及群落组成的影响尚不清楚。本研究采用高通量测序技术，旨在研究西藏加查县不同树龄核桃林下土壤微生物群落多样性及组成的变化，并结合土壤因子进一步探究土壤微生物群落与土壤理化性质及土壤酶活性之间的关系。阐明土壤微生物群落组成变化的驱动因素，为该地区核桃林的高效可持续经营管理提供科学依据。

1.   研究区概况与研究方法

1.1   研究区概况

研究区域为西藏自治区加查县境内（92°14′43″ ~ 93°07′10″E，28°49′43″ ~ 29°43′16″N），该区域年平均气温8.9 ℃，年日照时数2 750 h，年降水量492.7 mm，主要集中在5—9月份，年平均蒸发量2 055.5 mm，土壤母质为砂岩，土壤pH在6.4 ~ 7.5之间，有机质含量19.90 ~ 103.26 g/kg，全氮含量0.27 ~ 1.20 g/kg，速效磷含量0.92 ~ 7.99 g/kg。主要树种为核桃、光核桃（Prunus mira）、银白杨（Populus alba）等。幼龄林林下植被主要为薹草（Carex），中龄林及古核桃林林下灌草植物主要是草麻黄（Ephedra sinica）、白莲蒿（Artemisia stechmanniana）、矮生薹草（Carex pumila）、牛蒡（Arctium lappa）、委陵菜（Potentilla chinensis）、早熟禾（Poa annua）等。

1.2   样地设置及样品采集

选取3个不同生长阶段的核桃林取样，分别为生长发育期的幼龄林（L，平均年龄8年）、盛果期中龄林（M，平均年龄50年）和近自然林古核桃林（O，100年以上）^[21]。每个生长年限的核桃林面积约为10 hm²，经纬度（92°34′12″E、29°09′29″N），海拔3 320 m，3个区域至少相距1 000 m，立地条件基本一致，试验地不同树龄核桃林基本情况见表1。

表  1  试验地基本情况

Table  1.  Basic characteristics of experimental sample plots

核桃林 Walnut forest	树龄/a Stand age/year	胸径 DBH/m	冠幅 Crown diameter/m	枝下高 Under branch height/m	郁闭度 Canopy density	坡度 Slope/(°)
幼龄林 Young forest (L)	平均8年 Average 8 years	0.11 ± 0.02	5.21 ± 0.92	1.07 ± 0.27	0.1	0
盛果期中龄林 Middle-aged forest in full fruiting period (M)	平均50年 Average 50 years	0.66 ± 0.44	10.46 ± 3.70	1.45 ± 0.43	0.3	0
古核桃林 Ancient walnut forest (O)	100年以上Over 100 years	1.31 ± 0.28	22.97 ± 7.50	2.47 ± 0.59	0.5	0
注：表中数据为平均值 ± 标准差。Note: data in the table are mean ± SD.

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于2021年8月份，在核桃生长旺盛期取样，取样前去除每个样点土壤表层未分解的凋落物。在每个龄林区域设置3个25 m × 25 m的大样方，幼龄林和中龄林在每个样方内选取3株核桃树，沿每1株核桃树干的3个侧面采集土壤样品，在每个侧面选取3个样点使用手持式铲子采集0 ~ 20 cm土层土样，3株核桃每个侧面土样均匀混合后作为1个样品，则幼龄林和中龄林共取18份土壤样品；古核桃林每个样方内有1株核桃树，沿核桃树树干的3个侧面采集土壤样品，总共取9份土样。采集的土样用密封袋封存带回实验室，通过2 mm的筛子后，一部分土壤样品风干处理后用于测定土壤有机质、全氮、全磷和速效磷含量及pH值，一部分鲜土保存在4 ℃冰箱，用于测定土壤硝态氮和铵态氮含量以及土壤脲酶、β-葡糖苷酶、纤维素酶、N-乙酰-β-D-葡萄糖苷酶、纤维二糖水解酶、酸性磷酸酶、碱性磷酸酶、过氧化物酶和多酚氧化酶活性，另一部分鲜土储存在−80 ℃冰箱，用于测定土壤微生物DNA浓度。

1.3   土壤样品各指标测定

1.3.1   土壤样品理化性质测定

土样用四分法均匀取出部分土壤，参照土壤农业化学分析方法^[22]进行指标测定。土壤有机质含量通过重铬酸钾氧化−外加热法测定。全氮含量通过消煮后由全自动凯氏定氮仪进行测定。全磷含量用强酸消煮后用钼锑比色法进行测定。速效磷含量采用碳酸氢钠（NaHCO₃）浸取后用钼蓝比色法进行测定。铵态氮（${\rm{NH}}_{4}^{ + }$-N）含量通过氯化钾（KCl）提取后采用靛酚蓝比色法进行测定。硝态氮（${\mathrm{NO}}_{3}^{-}$-N）的含量利用镀铜镉柱还原后采取重氮化偶合比色法进行测定。使用pH计（水土质量比为2.5∶1）测定土壤pH值。

1.3.2   土壤酶活性测定

参照关松萌主编的《土壤酶及其研究方法》^[23]进行土壤酶活性测定。土壤脲酶活性，采用靛酚蓝比色法，以24 h后1 g土壤中${\mathrm{NH}}_{4}^{ + }$-N的毫克数表示。土壤β-葡糖苷酶活性，采用硝基酚比色法，以24 h后1 g土中产生的对硝基苯酚的毫克数表示。纤维素酶活性，采用硝基水杨酸比色法，以72 h后10 g土壤生成葡萄糖的毫克数表示。土壤N-乙酰-β-D-葡萄糖苷酶活性，采用硝基苯酚比色法，以24 h后1 g土中产生的对硝基苯酚的毫克数表示。土壤纤维二糖水解酶活性，采用硝基苯酚比色法，以24 h后1 g土中产生的对硝基苯酚毫克数表示。土壤酸性磷酸酶和土壤碱性磷酸酶活性，采用磷酸苯二钠比色法，以2 h后1 g土壤中对硝基苯酚的毫克数表示。土壤过氧化物酶活性和土壤多酚氧化酶活性，采用没食子素比色法，以2 h后1 g土中紫色没食子素的毫克数表示。

1.3.3   土壤微生物指标测定

采用E.Z.N.A. soil DNA kit （OMEGA公司，美国）试剂盒提取土壤微生物群落总DNA，然后分别采用NanoDrop 2000（Thermo Scientific公司，美国）分光光度计和1%琼脂糖凝胶电泳测定土壤样品中DNA纯度和含量。使用细菌16S rRNA V3-V4区特异性引物338F（5′-ACTCCTACGGGAGGCAGCAG-3′）、806R（5′-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3′）对细菌DNA的16S rRNA的V3-V4区段进行PCR扩增^[24]，然后使用2%琼脂糖凝胶回收PCR产物，利用AxyPrep DNA Gel Extraction Kit（Axygen Biosciences公司）进行回收产物纯化。使用NECTFLEX Rapid DNA-Sep Kit进行建库，利用Illumina 公司的Miseq PE300/NovaSeq PE250平台进行测序，测序完成后使用UPARSE软件对操作分类单元（operational taxonomic unit，OTU）进行聚类，对每个OTU抽平后进行物种注释和分类（上海美吉生物医药科技有限公司）。

1.4   数据统计与分析

测定数据在Excel软件上进行初步分析和处理，采用SPSS 20.0分别对不同树龄土壤理化性质、土壤酶活性以及微生物群落α多样性指数进行差异显著性检验。通过Pearson相关性分析土壤理化性质和酶活性与微生物多样性和丰度之间的相关性。通过非度量多维尺度分析（non-metric multi-dimensional scaling， NMDS）和冗余分析探究土壤微生物群落结构及组成与环境因子之间的相关性，在冗余分析之前，通过方差膨胀因子分析，对土壤理化性质以及酶活性进行共线性分析，剔除了高共线土壤环境变量。

2.   结果与分析

2.1   土壤理化性质在不同树龄下的变化特征

土壤全氮含量随树龄增长呈先降低后增加趋势（图1），中龄林样地（M）全氮含量分别较幼龄林样地（L）和古核桃林样地（O）显著降低38.66%和30.56%（P < 0.05）。硝态氮含量随树龄增长呈先增加后降低的趋势，M样地硝态氮含量分别较L样地和O样地显著增加了15.02%和37.21%（P < 0.05）。有机质含量随树龄增长呈持续增加趋势，O样地有机质含量分别较L样地和M样地显著增加了73.68%和59.96%（P <0.05）。O样地土壤pH值较L样地显著增加了4.88%（P < 0.05）。速效磷、全磷和铵态氮含量在不同树龄样地之间没有显著差异（P > 0.05）。

图  1  不同树龄核桃林土壤养分含量变化特征

L表示幼龄林，M表示中龄林，O表示古核桃林。TN. 全氮；TP. 全磷；SOM. 有机质；AP. 速效磷。误差线显示平均值的标准偏差，上部不同字母表示不同树龄样地之间的差异显著（P < 0.05）。下同。L represents the young walnut forest, M represents the middle-aged forest, and O represents the ancient walnut forest. TN, total nitrogen; TP, total phosphorus; SOM, soil organic matter; AP, available phosphorus. Error bars show standard deviation of the mean. Different upper letters indicate significant differences between different stand ages (P < 0.05). The same below.

Figure  1.  Changes in soil nutrient contents of walnut forests in different stand ages

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2.2   土壤酶活性在不同树龄下的变化特征

土壤碱性磷酸酶（ALP）、脲酶（UE）和N-乙酰-β-D-葡萄糖苷酶（NAG）活性随树龄增长呈先增加后降低趋势（图2），中龄林样地（M）的ALP、UE和NAG活性分别较幼龄林样地（L）显著增加了29.28%、64.03%和51.14%；分别较古核桃林样地（O）显著增加了42.20%、25.24%、56.35%（P < 0.05）。纤维二糖水解酶（CBH）活性随树龄增长呈先降低后增加趋势，M样地CBH活性较L和O样地分别显著降低了66.22%和51.77%（P < 0.05）。纤维素酶（CL）和β-葡糖苷酶（BGC）活性随树龄增长呈增加趋势，O样地CL和BGC活性分别较L和M样地显著增加了59.25%和57.71%，69.71%和52.90%（P < 0.05）。酸性磷酸酶（ACP）和过氧化物酶（POD）活性随树龄增长呈降低趋势，O样地ACP和POD活性分别较L和M样地显著降低了24.54%和5.78%，32.50%和8.07%（P < 0.05）。O样地土壤多酚氧化酶（PPO）活性较L样地显著增加了15.20%（P < 0.05）。

图  2  不同树龄核桃林土壤酶活性变化特征

Figure  2.  Changes in soil enzyme activities of walnut forests in different stand ages

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2.3   土壤细菌群落组成及多样性在不同树龄下的变化特征

2.3.1   土壤细菌群落多样性分析

香农指数、优势度指数和均匀度指数随树龄增长呈降低趋势（图3a）。古核桃林样地（O）的香农指数、优势度指数和均匀度指数较幼龄林（L）样地分别显著降低了8.41%、0.53%和5.44%；较中龄林（M）样地分别显著降低了7.05%、0.46%和4.67%（P < 0.05）。

图  3  不同树龄核桃林土壤细菌多样性指数（a）及其与理化性质相关性热图（b）

ALP. 碱性磷酸酶；CBH. 纤维二糖水解酶；BGC. β-葡糖苷酶；UE. 脲酶；CL. 纤维素酶；NAG. N-乙酰-β-D-葡萄糖苷酶；POD. 过氧化物酶；PPO. 多酚氧化酶；ACP. 酸性磷酸酶；${\mathrm{NH}}_{4}^{ + }$-N. 铵态氮；${\mathrm{NO}}_{3}^{-}$-N. 硝态氮。红色代表正相关，蓝色代表负相关，*表示P < 0.05，**表示P < 0.01。下同。ALP, alkaline phosphatase; CBH, cellobiohydrolase; BGC, β-glucosidase; UE, urease; CL, cellulase; NAG, N-acetyl-β-d-glucosidase; POD, peroxidase; PPO, polyphenol oxidase; ACP, acid phosphatase; ${\mathrm{NH}}_{4}^{ + }$-N, ammonia nitrogen; ${\mathrm{NO}}_{3}^{-}$-N, nitrate nitrogen. Blue for negative correlation, and red for positive correlation, * means significant correlation at P < 0.05 level, ** means significant correlation at P < 0.01 level. The same below.

Figure  3.  Soil bacterial diversity index of the walnut forest (a) and correlation heatmap between soil bacterial diversity and soil physicochemical properties (b) of walnut forests in different stand ages

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Pearson相关性分析表明，ACP活性和硝态氮含量与香农指数、优势度指数和均匀度指数呈显著正相关关系。CL、BGC活性和有机质含量与香农指数、优势度指数和均匀度指数呈显著负相关关系。PPO活性与香农指数和均匀度指数呈显著负相关关系。土壤pH值与优势度指数和均匀度指数呈显著负相关关系。铵态氮含量与丰富度指数呈显著正相关关系（图3b）。

2.3.2   土壤细菌群落组成

对细菌OTU代表序列进行物种注释并归类，共识别36门122纲290目449科853属，对土壤细菌门水平进行分析发现放线菌门、变形菌门、酸杆菌门、厚壁菌门、绿弯菌门、拟杆菌门、芽单胞菌门和黏球菌门，相对丰度占比分别为28.54% ~ 47.49%、14.93% ~ 24.17%、6.12% ~ 17.99%、2.49% ~ 23.37%、6.24% ~ 11.96%、1.21% ~ 3.51%、1.10% ~ 3.28%和1.16% ~ 2.29%（图4）。放线菌门相对丰度随树龄增长呈增加趋势，O样地较L和M样地显著增加了23.58%和21.51%（P < 0.05）。拟杆菌门相对丰度随树龄增长呈先增高后降低趋势，M样地较L和O样地显著增加了43.45%和50.56%（P < 0.05）。此外，O样地绿弯菌门相对丰度较L样地显著降低了14.49%（P < 0.05）。其他菌门在各样地之间没有显著差异（P > 0.05）。

图  4  不同树龄核桃林土壤细菌在门水平下的相对丰度

Act. 放线菌门；Aci. 酸杆菌门；Pro. 变形菌门；Fir. 厚壁菌门；Chl. 绿弯菌门；Bac. 拟杆菌门；Gem. 芽单胞菌门；Myx. 黏球菌门。Act, actinobacteria; Aci, acidobacteria; Pro, proteobacteria; Fir, firmicutes; Chl, chloroflexi; Bac, bacteroidetes; Gem, gemmatimonadetes; Myx, myxococcota.

Figure  4.  Bacterial relative abundance observed at the Phylum level of walnut forests in different stand ages

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Pearson相关性分析表明，放线菌门相对丰度与CL、PPO、BGC活性和有机质含量呈正相关关系，与硝态氮含量呈负相关关系。绿弯菌门相对丰度与POD、CBH活性和全氮含量呈正相关关系，与UE和NAG活性呈负相关关系。拟杆菌门相对丰度与ALP、NAG活性和硝态氮含量呈正相关关系，与CBH活性和全氮含量呈负相关关系（图5）。

图  5  不同树龄核桃林土壤细菌优势门相对丰度与理化性质的相关性热图

Figure  5.  Correlation heatmap between soil bacterial dominance phylum and soil physicochemical properties of walnut forests in different stand ages

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NMDS分析，细菌群落的Stress为0.046，表明分析结果合理且具有统计学意义。结果显示不同树龄核桃林样地群落组成的Bray-Curtis距离不同，对不同树龄分组进行Adonis分析显示P < 0.01，说明不同树龄显著影响西藏核桃林土壤细菌群落组成（图6a）。此外，冗余分析表明不同树龄影响着门水平土壤细菌群落组成（图6b），所选环境因子显著解释75.56%的分布差异，排序轴RDA1和RDA2分别解释58.19%和17.37%的分布差异，其中硝态氮含量对土壤细菌群落组成有显著影响。

图  6  不同树龄核桃林土壤细菌群落非度量多维尺度分析（a）及优势门相对丰度与环境因子的冗余分析（b）

Figure  6.  Non-metric multi-dimensional scaling plot (a) and redundancy analysis (b) of soil bacterial dominance phyla of walnut forests in different stand ages

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3.   讨　　论

3.1   土壤理化性质、酶活性对树龄变化的响应

已有研究表明，林木林龄的变化影响土壤理化性质^[6]和土壤酶活性^[25]，但这种影响也与树种、根系及其分泌物、凋落物的产生有关^[26−27]。本研究发现有机质含量在中龄林和古核桃林样地较高，这可能是中龄林生长旺盛、植物根系发达和根系分泌物增加，使土壤中的有机质含量增加^[14]。随着树龄的增长，根系生物量呈现增加趋势^[28−29]，而逐渐衰老的古核桃林生长缓慢，枝干老化和根系活力降低，通过分泌根系分泌物对土壤有机质的矿化能力也随之减弱，导致了土壤有机质大量积累^[30]。同时，我们研究发现参与碳循环相关的纤维素酶、β-葡糖苷酶和多酚氧化酶活力随树龄增长呈现增加趋势，这与有机质含量的变化相一致，而表征土壤腐殖质化强度大小和有机质转化速度的过氧化物酶活力在中龄林和古核桃林降低^[31]，因此土壤有机质含量随树龄增长呈增加的趋势。此外，长期种植同一种植物，土壤中某些元素的积累或亏缺，会造成土壤矿质元素随着种植年限的增加发生不同变化^[32−34]。我们发现土壤全氮含量随树龄增长呈现先降后增的趋势，这可能是因为中龄林处于生长迅速时期，对氮元素需求大，且并无积累效应^[35]。而硝态氮含量在核桃中龄林时期达到最高，这是由于在中龄林时期参与氮循环的脲酶和N-乙酰-β-D-葡萄糖苷酶活性达到最高，因为土壤酶作为土壤营养元素生化反应进程的催化剂，其活性高低影响着营养元素的循环和转化效率^[36]。同时脲酶和N-乙酰-β-D-葡萄糖苷酶活性在古核桃林阶段呈现降低趋势，进而导致硝态氮含量随树龄增长呈先增后降趋势。此外，不同树龄土壤酶活性变化也有可能是根系分泌物的化感作用引起土壤微生物种类和数量发生改变，从而进一步引起土壤酶活性的改变^[37]。

3.2   土壤细菌群落对树龄的响应及其与环境因子的相关性

林木林龄的改变能够影响土壤环境，从而使土壤微生物群落组成和多样性随环境变化而发生改变^[6]。土壤细菌群落多样性分析结果表明：不同树龄之间丰富度指数没有显著的差异，但是古核桃林香农指数、优势度指数和均匀度指数显著降低，这与前人的研究结果一致^[38−39]。一方面土壤微生物多样性与土壤理化性质密切相关^[40]，本研究发现细菌香农指数、优势度指数和均匀度指数与土壤硝态氮含量呈显著正相关关系，古核桃林硝态氮含量的显著降低导致了微生物多样性的降低。另一方面，土壤细菌群落与酶活性具有直接相关性，微生物活动代谢释放的活性物质会影响大部分酶活性的高低，而酶催化下的生化反应也能影响微生物活性^[41]，本研究发现细菌群落多样性与土壤酶活力之间存在正或负相关关系。此外，有研究表明植物根系分泌物与土壤微生物的种类和树木有一定的关系，它可通过诱导或趋化和促进或者抑制微生物，进而影响微生物的多样性^[42]。核桃属于典型化感植物，其根系分泌物积累对微生物的影响较大^[43]，幼龄林根系化感物质较少，较低浓度能够刺激土壤细菌的活性，而随树龄的增加至古核桃林，根系分泌物质的积累导致细菌数量发生改变^[44]。

西藏高原核桃林土壤主要优势细菌类群为变形菌门、酸杆菌门、厚壁菌门、芽单胞菌门、黏球菌门、放线菌门、拟杆菌门和绿弯菌门。不同树龄对放线菌门、拟杆菌门和绿弯菌门的相对丰度有显著影响。放线菌门相对丰度与土壤有机质含量和纤维素酶、β-葡糖苷酶和土壤多酚氧化酶活力呈显著正相关，在有机物分解和生态系统碳循环中发挥重要作用^[45]。随着核桃树老龄化，土壤中纤维素、木质素等复杂化合物和根系分泌物积累，放线菌参与这些复杂化合物的分解过程，因此放线菌门丰度随着树龄的增长而增加^[46]。绿弯菌因独特的3-羟基丙酸双循环固定CO₂为人们熟知，意味着绿弯菌门丰度与固碳能力有关^[47]，越来越多的研究表明绿弯菌还参与氮元素的生物地球化学循环^[48]。本研究中绿弯菌门相对丰度随年龄增长呈降低趋势，其相对丰度与过氧化物酶、纤维二糖水解酶活力和全氮含量呈现正相关关系，与脲酶和N-乙酰-β-D-葡萄糖苷酶活力呈现负相关关系，进一步说明树龄通过土壤环境因子间接或直接地影响土壤细菌群落组成。拟杆菌门在核桃林土壤含量也较高，尤其是在中龄林土壤中，其相对丰度与硝态氮含量和N-乙酰-β-D-葡萄糖苷酶活力呈显著正相关关系。拟杆菌相关菌属是土壤碳氮耦合循环的主要驱动者，较高的有机质含量有利于拟杆菌的生长^[49] 。此外，拟杆菌偏好于土壤湿度较高的水生和湿生生境，随着树龄的增长，林冠郁闭度的改变会影响林下光照、温度和土壤水分 ^[50−51]，这可能是古核桃林其丰度下降的主要原因。

NMDS分析和冗余分析结果显示：不同林龄之间细菌群落组成存在显著的差异，其中土壤硝态氮含量对细菌群落组成影响显著。相关性分析也显示土壤酶和土壤理化性质与微生物多样性以及优势菌门之间存在显著或极显著相关关系。因此，核桃树龄改变了土壤养分状况及其酶的活性，进而导致了微生物组成也发生变化。

4.   结　　论

核桃不同的定植年限显著影响土壤理化性质和土壤酶活性，进而改变了土壤细菌群落组成和多样性。土壤细菌优势菌门为变形菌门、酸杆菌门、厚壁菌门、芽单胞菌门、黏球菌门、放线菌门、拟杆菌门和绿弯菌门。不同树龄对放线菌门、拟杆菌门和绿弯菌门的相对丰度有显著影响，林龄升高降低了微生物群落多样性。土壤酶和土壤理化性质与微生物多样性以及优势菌门之间存在显著相关关系，其中土壤硝态氮含量对细菌群落组成影响显著。此外，本研究还发现古核桃林的细菌多样性和土壤硝态氮含量显著降低，参与碳和氮循环的优势菌门发生改变，在实际生产中除更新核桃树外，可合理使用无机和有机肥或者微生物菌肥，维护核桃林土壤生态系统的稳定。